Inicialmente, tornam-se necessárias algumas considerações a respeito da terminologia empregada pelos diversos autores, que utilizam diferentes espécies animais, quando se referem ao assunto em questão; estes autores não são unânimes ao diferenciarem de maneira precisa, a denominação das cavidades cardíacas nas quais o FNA (ou ANF-atrial natriuretic factor, ANP-atrial natriuretic peptides), é produzido e liberado, ou seja, ora aurícula, ora átrio, expressões estas usadas as vezes, aparentemente, como sinônimas; na presente pesquisa, utilizamos a expressão complexo átrio-auricular, de conotação mais genérica e mais de acordo com a Nomina Anatômica.

Aqueles que analisaram os aspectos funcionais da atividade átrio-auricular, tais como o papel da dilatação-contração de suas paredes (MERCEDES, 1991; LACHANCE & GARCIA, 1991; SCHIEBINGER E GREENING, 1992), efeitos da vagotomia (NAVARATNAM et al., 1968; SKEPPER et al., 1989), produção e liberação do FNA (CHIU et al, 1984; BLOCH et al. 1985; DE BOLD, 1985; STASCH et al., 1989; CHO et al. 1993), insuficiência cardíaca congestiva experimental (VERESS E SONNENBERG, 1984; AVRAMOVITCH et al., 1995) e outras abordagens experimentais, referiram-se frequentemente ao complexo átrio-auricular, como átrio. Por outro lado, autores que avaliaram aspectos morfológicos e quantitativos dos grânulos presentes nos miócitos cardíacos, tanto sob microscopia de luz como microscopia eletrônica, fizeram-no referindo-se às câmaras cardíacas em questão, como átrios ou aurículas.

Portanto, optou-se por uma padronização da nomenclatura, onde os aspectos funcionais dos átrios e aurículas em conjunto, foram avaliados no complexo átrio-auricular, e os aspectos morfológicos foram descritos nos átrios e aurículas, separadamente.

O fator natriurético (FNA), um polipeptídeo presente em grânulos eletron-densos no sarcoplasma dos miócitos atriais (DE BOLD, 1985), tem sido objeto de diversos estudos que visam estabelecer, principalmente, seus efeitos sobre o sistema cardiovascular [KISCH (1956), PALADE (1961), CANTIN et al. ( 1979), DE BOLD et al. (1981), DE BOLD & FLYNN (1983), FORSSMANN et al. (1984), SEYMOUR (1985), SKEPPER & NAVARATNAM (1988), CASTAGNARO et al. (1990), GILLOTEAUX et al. (1991), SEUL et al. (1992), JIAO et al. (1993), CHIU et al. (1994), AVRAMOVITCH et al (1995), KECSKEMETI et al. (1996), BENVENUTI et al. (1997), YOSHIHARA et al. (1998), FORSSMANN et al. (1998)].
Por outro lado, sob o aspecto da cinética celular, a relativamente escassa literatura existente, tem como ponto de partida as observações de PALADE (1961), que descreveu esses grânulos como ocorrendo em grande número no sarcoplasma perinuclear, em íntima associação com as mitocôndrias e com as cisternas do complexo de Golgi. Os grânulos contém material eletron-denso, homogêneo ou de textura finamente granular, e são envolvidos por membrana dupla (PALADE, 1961). Segundo BERGER & RONA et al. (1971), podem ser tipificados em grânulos do tipo A, B, C e D, onde os grânulos-A apresentam conteúdo muito denso e algumas vezes retraído, deixando um halo entre este e a superfície interna da membrana; grânulos-B apresentam-se pálidos e fibrogranulares; os grânulos-D caracterizam-se pelo menor diâmetro e conteúdo denso. Os grânulos-C são corpos residuais. Para KISCH (1956), muitos desses grânulos são arranjados em fileiras ou aglomerados semelhantes a cachos, e não são encontrados nos cardiomiócitos dos ventrículos. AVRAMOVITCH et al. (1995), ao analisarem os miócitos das aurículas de ratos submetidos a uma situação de insuficiência cardíaca congestiva experimental, verificaram que os miócitos apresentaram-se hipertróficos e com elevada quantidade de mitocôndrias; a maior concentração de grânulos foi observada em áreas perinucleares, sendo que a densidade deles decresceu nas regiões periféricas das células.

Os dados da presente pesquisa confirmam as observações de KISCH (1956) e PALADE (1961), pois verificamos que a região perinuclear das células atriais apresentavam-se margeadas por mitocôndrias, lamelas do complexo de Golgi, numerosos grânulos e vesículas translúcidas, semelhantes a vesículas de transporte, além de diversos miofilamentos associados aos grânulos, semelhantes ao descrito por CASTAGNARO et al. (1990), em outras espécies. As vesículas translúcidas que encontramos na região perinuclear, também foram encontradas próximas às lamelas do complexo de Golgi, mitocôndrias, grânulos atriais específicos, miofilamentos e junto à superfície celular. É possível que estas vesículas estejam associadas ao complexo de Golgi. Entretanto, tal confirmação somente pode ser feita com a utilização de técnicas específicas.

 Ao comparar os resultados obtidos com aqueles de AVRAMOVITCH et al. (1995), pode-se admitir que a elevada quantidade de mitocôndrias e a diminuição da densidade dos grânulos na periferia das células por ele relatadas, estão intimamente relacionadas ao aumento da atividade de produção e liberação do FNA; isto por que se admite que as mitocôndrias têm seu número proporcionalmente relacionado à uma maior ou menor atividade de síntese dos grânulos e que estes, ao liberarem o seu conteúdo, provavelmente devido à uma exacerbação da atividade mecânica do miocárdio, desaparecem da periferia celular (SCOTT & JENNES, 1987; IIDA et al., 1988; SKEPPER et al., 1989; GILLOTEAUX et al., 1991).

A presença do FNA nas células atriais identificado pelo método da peroxidase-antiperoxidase observada à microscopia de luz por CANTIN et al. (1984) e por CHAPEAU et al. (1985), caracterizada por granulações que se concentram nas aurículas e por cardiócitos da região subepicárdica, contendo uma maior quantidade de granulações em relação àqueles da região média e subendocárdica, não foi confirmada no presente trabalho. Os nossos achados apontam para maior quantidade de cardiócitos imunomarcados próximos ao lume auricular, semelhante ao descrito por BIANCHI et al. (1985), que utilizaram método radioautográfico.

A distribuição dos grânulos atriais específicos nas câmaras cardíacas é motivo de controvérsias. Assim, no presente trabalho, foi observada maior quantidade de grânulos marcados nas aurículas em relação aos átrios o que está de acordo com a imunomarcação verificada por RINNE et al. (1986) e CHIU et al (1994); estes autores admitem que a quantidade de grânulos marcados decresce da aurícula direita para a esquerda e do átrio direito para o esquerdo. Por outro lado, CANTIN et al. (1984), notaram no coração da cobaia, maior número de células marcadas no complexo átrio-auricular esquerdo em relação ao direito. Já os resultados de SKEPPER et al. (1989), que analisaram os efeitos da vagotomia combinada com a expansão volumétrica do complexo átrio-auricular e as duas variáveis separadamente, indicam não ocorrer diferença estatística de um lado em relação ao outro, quanto ao número de grânulos. Para esses autores, os efeitos da vagotomia combinada com a expansão volumétrica das cavidades do complexo átrio-auricular determinaram significante redução na concentração do FNA em ambas as cavidades do complexo átrio-auricular. Ao analisarem as duas situações isoladamente, notaram  que o átrio direito liberou mais FNA que o átrio esquerdo, o que lhes permitiu concluir haver indícios de que o átrio direito é a fonte maior de FNA, não por apresentar o peptídeo em maior quantidade, mas por responder com maior intensidade às mudanças mecânicas e nervosas (estímulo vagal). As observações de AVRAMOVITCH et al (1995), são concordes com o descrito por SKEPPER et al. (1989), uma vez que o padrão de distribuição dos grânulos por eles observados em animais normais, era similar nos complexo átrio-auricular direito e esquerdo. VERESS & SONNENBERG (1984), admitem, como SKEPPER et al. (1989), que a aurícula direita é funcionalmente mais ativa que a aurícula esquerda.
Devido a essas opiniões divergentes, não parece ser de grande importância a determinação de qual aurícula libera maior quantidade desse hormônio sem considerar as peculiaridades próprias de cada espécie; por outro lado, os achados morfométricos da presente pesquisa, sugerem que a superfície interna das aurículas é bem maior do que a dos átrios, levando a se admitir indiretamente a predominância funcional das aurículas sobre os átrios, no que diz respeito a produção do FNA; assim, STEWART et al. (1992), verificaram em cães, que a retirada bilateral das aurículas elimina a liberação do FNA. Além disso, esses autores acreditam que, não somente as aurículas predominam funcionalmente, como também, para que ocorra a liberação do FNA em quantidades suficientes para produzir diurese e natriurese, elas devem sofrer ampla dilatação de suas paredes. SCHIEBINGER & GREENING (1992), também afirmam que há maior secreção de FNA durante a dilatação das paredes do complexo átrio-auricular; SEUL et al (1992), avaliaram os efeitos da elevação da pressão no complexo átrio-auricular em ratos, verificando acentuada liberação deste polipeptídeo como resultado de mudanças nas propriedades do processo de dilatação-contração das paredes deste complexo.

Os dados morfométricos aqui apresentados, relacionados à dilatação das paredes do complexo átrio-auricular, defendida pelos autores já mencionados e que segundo eles seria necessária para uma liberação do FNA, devem ser analisados em conjunto com a mioarquitetura aqui estudada, esta como vimos, apresenta no átrio arranjo que difere consideravelmente daquele da aurícula. Foi descrito para os átrios disposição de feixes delgados e esparsos dispostos uniforme e paralelamente ao eixo transversal, enquanto que para as aurículas, o arranjo é mais denso e complexo, formado por traves multidirecionadas ou em forma aproximada de rede. Isto posto, pode-se inferir que as aurículas desempenhariam um papel mecânico mais importante na dinâmica de liberação do FNA, tanto ao se dilatarem como ao se contraírem, o que seria feito de maneira concêntrica; os átrios além disso apresentam menor quantidade de grânulos, o que é sugestivo de menor produção do FNA. Acrescente-se a isso, a maior superfície interna das aurículas em relação aos átrios. TANAKA et al. (1986) em humanos e CHO et al. (1991) em coelhos, avaliaram a pressão atrial, a dilatação das paredes do átrio e a frequência de contração, e sugeriram que o principal estímulo para a liberação do FNA, é o aumento da frequência de encurtamento dos cardiomiócitos.

 A relação entre o número de neurônios marcados pelo NADH, ou a quantidade de fibras colinérgicas demonstradas pela reação à AChE, com a quantidade de liberação de FNA não pôde ser estabelecida tanto no lado esquerdo como no direito; isto porque não se observou predominância evidente de fibras nervosas em nenhum dos lados, muito embora um grande número de neurônios tenha sido identificado preferencialmente no átrio esquerdo. Os estudos de LANG et al. (1985) e de LEDSOME et al. (1985) podem dar apoio a essa idéia de aparente dissociação entre essa inervação e a produção do FNA quando demonstraram em ratos que a contração induz à secreção do FNA mesmo com o coração livre de estímulos nervosos, após desnervação do órgão.

A contração da musculatura atrial já é por si só estímulo suficiente para que ocorra a liberação do FNA; entretanto, foi sugerido que um somatório de contração mais o estímulo extrínseco, ativem ambas as cavidades atriais de forma mais eficaz (SKEPPER et al.,1989). As bases morfológicas que explicam as conexões do nervo vago com o plexo cardíaco subendocárdico aguardam ainda maiores esclarecimentos, visto que a própria descrição do plexo intrínseco do coração é assunto ainda em discussão. No presente trabalho, são fornecidos dados a respeito deste plexo, restando entretanto, analisar ainda, quais as relações entre ele e o “plexo do hilo do coração” (PAUZA et al., 1997), e as destes com as eferências vagais.

As observações ultra-estruturais do nosso trabalho podem ser comparadas, em parte, às de GILLOTEAUX et al. (1991), ao afirmarem que a proximidade dos grânulos atriais específicos ao sarcolema, a fusão da membrana destes com o sarcolema e a presença de um material amorfo semelhante à secreção, detectado no endomísio e espaço subendocárdico, sugerem processo de exocitose. Suas observações complementam descrições prévias de IMADA et al. (1988) e NEEDLEMAN et al. (1989), ao demonstrarem que o FNA é eliminado pelos miócitos atriais, via exocitose. Esses autores concluem, sugerindo que o FNA seria liberado pelo processo de emiocitose, onde,  após a difusão através dos espaços subendocárdico e subepicárdico, seria transportado através do endocárdio, epicárdio e endotélio dos vasos para o sangue, por um mecanismo de endocitose, mediada por receptor. Sugerem ainda, que os revestimentos endoteliais dos átrios podem desempenhar um papel importante no controle do transporte, na ativação do pró-hormônio e na liberação do FNA na corrente sanguínea. Os dados do presente trabalho, relativos a utilização de marcação com lantânio, azul alcian e vermelho de rutênio, são sugestivos de que haja caminhos pérvios entre os miócitos, uma vez que foi observada a presença de material eletrondenso nos espaços intercelulares e junto às membranas. A permeabilidade não restringiu-se, entretanto, somente aos espaços, pois a presença desses marcadores foi verificada também em junções semelhantes a desmossomas.
Em relação ao endocárdio de fetos e neonatos de hamster, GILLOTEAUX & LINZ (1989), admitem que as células são convexas para a superfície livre, apresentando elevações nucleares centrais e extensões citoplasmáticas pouco acentuadas; no adulto, o endocárdio está formada por uma camada de endotélio escamoso, com a presença de microvilos. Correlacionaram esses microvilos com o papel do endocárdio como barreira que controla as trocas metabólicas entre os miócitos e o sangue, incluindo o FNA. Os dados da presente pesquisa estão de acordo com essas observações, uma vez que tanto na superfície atrial como na auricular da cobaia, notamos também saliências ovaladas dos núcleos das células endoteliais, com nítidos limites entre elas; foram observadas ainda, pequenas saliências distribuídas irregularmente, semelhantes a microvilos.

Ao estudar a superfície endocárdica, MAGUIRE (1972), demonstrou que o endocárdio representa uma entidade estrutural específica com diversas formas celulares que o diferenciam do endotélio vascular, principalmente pelas suas amplas projeções e margens, bem como pela presença de forames das veias cardíacas mínimas. Verificamos que na cobaia a superfície endocárdica das aurículas, através da microscopia eletrônica de varredura, apresentou semelhantes irregularidades. Para esse autor, os diminutos forames venosos observados no endocárdio, pelos quais não penetrariam eritrócitos, podem ser artefatos de técnica, devido ao enrugamento do tecido cardíaco durante sua preparação. Os forames encontrados no presente estudo eram bastante amplos, podendo caracterizar orifícios de passagem do sangue, uma vez que foram evidenciados vasos injetados com metacrilato, desembocando na cavidade do complexo átrio-auricular. A esse respeito, deve-se ressaltar que a técnica de corrosão aqui empregada para a obtenção de moldes de resina constitui-se em valioso método para o estudo de imagens tri-dimensionais da microvasculatura dos diversos tipos de tecido, oferecendo várias vantagens sobre outros métodos de perfusão vascular. Desta forma, a tortuosidade acentuada observada nos vasos das aurículas, provavelmente represente uma adaptação dessas estruturas ao processo de dilatação-contração que ocorre nas paredes dessas cavidades. Além disso, a presença de vasos de maior calibre próximo à superfície endocárdica e a densa rede de vasos de menor calibre situada em relação à superfície epicárdica, constituem um arranjo semelhante ao verificado para outras estruturas, como descrito por FERRAZ DE CARVALHO et al. (1994) na transição esôfago-gástrica, em que os vasos de maior calibre na mucosa e submucosa do esôfago desempenhariam funções específicas.
Pelo exposto, as abordagens utilizadas e os métodos de análise empregados para o estudo do complexo átrio-auricular da cobaia, demonstraram a complexidade morfológica e funcional desta região do coração. O arranjo muscular e principalmente o vascular, bem como o relevo da superfície interna dessas câmaras cardíacas nos reportam a uma arquitetura que lembra a de órgãos glandulares: uma densa trama vascular associada a um complexo relevo interno das aurículas o que aumentaria muito a sua superfície interna e, consequentemente, a sua capacidade de secreção.
Tornam-se cada vez mais úteis os achados morfofuncionais acerca do complexo átrio-auricular, visto que tem-se observado em trabalhos relacionados às cirurgias cardíacas (COX et al. ,1991; McCARTHY et al., 1993; YOSHIHARA et al., 1998) uma crescente preocupação com os efeitos agudos e crônicos da diminuição na liberação do FNA e consequente desequilíbrio nas funções renais ligadas ao controle do fluido corporal, decorrentes de cirurgias cardíacas onde se procede a uma retirada das aurículas.
 

7. Referências Bibliográficas
 AARDAL, S.; HELLE, K.B. Comparative aspects of the endocrine myocardium. Acta Physiol. Scand., S599: 31-46, 1991.

ALEZAIS, H. Étude Anatomique sur le Cobaye, I fascicule, 1-7, Paris, 1903.

AVRAMOVITCH, N; HOFFMAN, A; WINAVER, J; HARAMATI, A; LEWINSON, D Morphometric analysis of atrial natriuteric peptide-containing granules in atriocytes of rats with experimental congestive heart failure. Cell Tissue Res., 279:575-583, 1995.

BENVENUTI, L.A.; AIELLO, V.D.; HIGUCHI, M. de L.; PALOMINO, S.A. Immunohistochemical expression of atrial natriuretic peptide (ANP) in the conducting system and internodal atrial myocardium of human hearts. Acta Histochem., 99:2, 187-93, 1997.

BERGER, J.M. & RONA, G. Functional and finestructural homogeneity of atrial cardiocytes. Methods Achiev. Exp. Pathol., 5:540-90, 1971.

BIANCHI, C.; GUTKOWSKA, J.; THIBAULT, G.; GARCIA, R.; GENEST, J.; CANTIN, M. Radioautographic localization of I-atrial natriuretic factor (ANF) in rat tissues. Histochemistry, 82: 441-452, 1985.

BLOCH, K.D.; SCOTT, J.A.; ZISFEIN, J.B.; FALLON, J.T.; MARGOLIES, M.N.; SEIDAMAN, C.E.; MATSUEDA, G.R.;
HOMCY, C.J.; GRAHAM, R.M.; SEIDMAN, J.G. Biosynthesis and secretion of proatrial natriuretic factor by cultured rat cardiocytes. Science, 230(6): 1168-1171, 1985.

CANTIN, M.; TIMM-KENNEDY, M.; EL-KHATIB, E.; HUET, M.; YUNGE, L. Ultrastructural cytochemistry of atrial muscle cells. VI. Comparative study of specific granules in right and left atrium of various animal species. Anat Rec., 193(1): 55-70, 1979.

CANTIN, M.; GUTKOWSKA, J.; THIBAULT, R.W.; MILNE, R.W.; LEDOUX, S.; MINlI, S.; CHAPEAU, C.; GARCIA, R.;

HAMET, P.; GENEST, J. Immunocytochemical localization of atrial natriuretic factor and salivary glands. Histochemistry, 80:113-127, 1984.

CASTAGNARO, M.; NEGRO, M.; GUARDA. F. Electron microscopic observations on atrial myoendocrine cardiac cells in bovine, pig and rabbit heart tissue. Schweiz. Arch. Tierheilk., 132: 419-20, 1990.

CHAPEAU, C.; GUTKOWSKA, J. SCHILLER, P.W.; MILNE, R.W.; THIBAULT, G.; GARCIA, R.; GENEST, J.; CANTIN, M. Localization of immunoreactive synthetic atrial natriuretic factor (ANF) in the heart of various animal species. J. Histochem. Cytochem., 33(6) : 541-550, 1985.

CHIMOSKEY, J.E.; SPIELMAN, W.S.; BRANDT, M.A.; HEIDEMANN, S.R. Cardiac atria of BIO 14.6 Hamsters are deficient in natriuretic factor. Science, 223(24): 820-822, 1984.

CHIU, I.S.; CHIANG, F.T.; HOW, S.W. Atrial natriuretic peptide is produced less in the intercaval sinus than in the pectinated right atrium. J. Thorac. Cardiovas. Surg., 42: 158-161, 1994.

CHO, K.W.; SEUL, K.H.; KIN, S.H.; SEUL, K.M.; KOH, G.Y. Atrial pressure, distention, and pacing frequency in ANP secretion in isolated perfused rabbit atria. Am. J. Physiol., 260,  R39-R46,1991.

CHO, K.W.; KIM, S.H.; HWANG, Y.H.; SEUL, K.H. Extracellular fluid translocation in perfused rabbit atria: implication in control of atrial natriuretic peptide secretion. J. Physiol., 468:591-607, 1993.

COOPER & SCHILLER. Anatomy of the Guinea Pig. A Communwealth Fund Book, Havard University Press: Cambridge, Massachusetts, 1-12, 147-149, 171-178, 1975.

COX, J.L.; BOINEAU, J.P.; SCHUESSLER, R.B. Successful surgical treatment of atrial fibrilation. JAMA, 266: 1976-80, 1991.
CURRIE, M.G.; GELLER, D.M.; COLE, B.R.; SIEGEL, N.R.; FOK, K.F.; ADAMS, S.P.; EUBANKS, S.R.; GALLUPPI, G.R.;
NEEDLEMAN; P. Purification and sequence analysis of biioactive atrial peptides (atriopeptins). Science Wash. DC., 223: 67-69, 1984.

DE BOLD, A.J.; BORENSTEIN, H.B.; BERESS, A.T.; SONNENBERG,H. A rapid and potent natriuretic response to intravenous injection of atrial myocardial extract in rats. Life Science, 28:89-94, 1981.

DE BOLD, A.J.; FLYNN, T.G. Cardionatrin I - a novel heart peptide with potent diuretic and natriuretic properties. Life Science, 33:297-302, 1983.

DE BOLD, A. J. Atrial natriuretic factor: a hormone produced by the heart. Science, 230: 767-770, 1985.

DUMAS, J. Les Animaux de Laboratoire. Cabaye. Éditions Médicales Flammarion, Paris, 6e,1953.

FERRAZ-DE-CARVALHO, C.A.; LIBERTI, E.A.; FUJIMURA, I.; NOGUEIRA, J.O. Scanning electron microscope study of the veins at the human esophago-gastric junction, Rev. Hosp. Clin. Fac. Med. S. Paulo, 49(2): 49-52, 1994.

FLYNN, T.G. & DAVIES, P.L. The biochemistry and molecular biology of atrial natriuretic factor. Biochem. J., 232: 313-21, 1985.

FORSSMANN, W.G.; HOCK, D.; LOTTSPEICH, F.; HENSCHEN, A.; KREYE, V.; CHRISTMANN, M.; REINECKE, M.; METZ, J.; CARLQUIST, M.; MUTT, V. The right auricle of the heart is an endocrine organ: cardilatin as a peptide hormone candidate. Anat. Embryol., 168: 307-313, 1983.

FORSSMANN, W.G.; BIRR, C.; CARLQUIST, M.; CHRISTMANN, M.; FINKE, R.; HENSCHEN, A.; HOCK, D.; KISCHHEIM, H.; KREYE, V.; LOTTSPEICH, F.; METZ, J.; MUTT, J.; REINCKE, M. The auricular myocardiocytes of the heart constitute an endocrine organ. Cell. Tissue Res., 238: 425-430, 1984.

FORSSMANN, W.G.; RICHTER, R.; MEYER, M. The endocrine heart and natriuretic peptides: histochemistry, cell biology and functional aspects of the renal urodilatin system Histochem Cell Biol., 110(4): 335-57, 1998.

FROGER, C. Contribution à l'étude du systeme artériel du Cobaye (Cavia porcellus L.), Ecole Nationale Viterinaire D'Alfort, Paris, 1966.

GABELLA, G. The number of neurons in the small intestine of mice, guinea pig and sheep. Neurocytol., 22: 737-52, 1987.

GILLOTEAUX, J. & LINZ, D. Endocardial surface and atrial morphological changes during development and aging. Am. J. Anat., 186: 161-172, 1989.

GILLOTEAUX, J.; JENNES, L.; MENU, R.; VANDERHAEGHEN, J.J. Ultrastructural immunolocalization of the atrial natriuretic factor pathways in fetal, neonatal, and adult  Syrian hamsters: from the atrial cardiomyocytes to the circulation via the endocardium, atrial capillaries and epicardium. J. Submicrosc. Cytol. Pathol., 23 (1), 75-91, 1991.

GOETZ, K.L. Physiology and pathology of atrial peptides. Am. J. Physiol., 254 (Endocrinol. Metab. 17): E1-E15, 1988.

GRONINGEN, J.P. VAN; WENINK, A.C.G.; TESTERS, L.H.M. Myocardial capillaries: Increase in number by splitting of existing vessels. Anat. Embriol., 184: 65-70, 1991.

IIDA, H.; BARRON, W. M.; PAGE, E. Monensin turns on microtubule-associated translocation of secretory granules in cultured rat atrial myocytes. Circ Res., 62: 1159-1170, 1988.

IMADA, T.; TAKAYAMAGI, K.; INAGAMI, T. Atrioactivase, a specific peptidase in bovine atria for the processing of proatrial natriuretic factor. Purification and characterization. J. Biol. Chem., 263: 9515-19, 1988.

JAMIESON, J.D. & PALADE, G.E. Specific granules in atrial muscle cells. J. Cell. Biol., 123: 151-72, 1964.

JANICE & BEURNE. Handbook of immunoperoxidase staining methods. Dako Corporation, Santa Barbara, CA, 1983.

JIAO, J.H.; GUYENET, P.G.; BAERTSCHI, A.L. Lower brain stem controls cardiac ANF secretion. Am. J. Physiol., 263, H198-H207, 1993.

KANGAWA, K. & MATSUO, H. Purification and complete amino acid sequence of µ-human atrial natriuretic polypeptide (µ-hANP). Biochem. Commun., 118: 131-39, 1984.

KARNOVSKY, M.J. & ROOTS, L.A. “Direct-coloring” Thiocholine method for Cholinesterase. J. Histochem. Cytochem., 12: 219-21, 1964.

KECSKEMETI, V.; PACHER, P.; PANKUCSI, C.; NANASI, P. Comparative study of cardiac electrophysiological effects of atrial natriuretic peptide. Mol. Cell. Biochem., 53(9): 160-161, 1996.

KISH, B. Electron Microscopy of the Atrium of the Heart. I. Guinea Pig. Exp. Med. Surg., 14, 99-112, 1956.

LACHANCE, D. & GARCIA, R. Synergism of atrial pressure and adrenergic stimulation for ANF release in the rat. Regulatory Peptides, 34: 55-60, 1991.

LANG, R.E.; THOLKEN, H.; GANTEN, D.; LUFT, F.C.; RUSKOALHO, H.; UNGER, T.H. Atrial natriuretic factor a circulatory hormone stimulated by volume loading. Nature, 314: 264-66, 1985.

LEDSOME, J.R.; WILSON, N.; COURNEYA, C.A.; RANKIN, A.J. Release of atrial natriuretic factor by atrial distention. Can. J. Physiol. Pharmacol., 63: 739-42, 1985.

MAACK, T.; MARION, D.N.; CAMARGO, M.J.F.; KLEINERT, H.D.; LARAGH, J.H.; VAUGHAN, E.D.; ATLAS, S.A. Effects of
auriculin (atrial natriuretic factor) on blood pressure, renal function, and the renin-aldosterone system in dogs. Am. J. Med., 77: 1069-75, 1984.

MAGUIRE, K.F. Scanning Electron Microscopy of Mouse Endocardium and Venae Cordis Minimae Foramina. Z. Anat. Entwickl.-Gesch. 139, 107-114, 1972.

McCARTHY, P.M.; CASTLE, L.M.; MALONEY, J.D. Initial experience with the maze procedure for atrial fibrilation. J. Thorac. Cardiovasc. Surg., 105: 1077-87, 1993.

MERCEDES, L.; DE BOLD, K.; DE BOLD, A.J. Stretch-secretion coupling in atrial cardiocytes: dissiociation between atrial natriuretic factor release and mechanical activity. Hypertension 18[suppl III] : III169-III178, 1991.

MOUTON, R.; LOCHNER, J.V.; LOCHNER, A. New emphasis on atrial cardiology. SAMJ, 82(4): 222-223, 1992.

NAVARATNAM, V.; LEWIS, P.R.; SHUTE, C.C.D. Effects of  vagotomy on the cholinesterase content of  the preganglionic innervation of the rat heart. J. Anat., 103(2) 225-232, 1968.

NEEDLEMAN, P.; BLAINE, E.H.; GREENWALD, J.E.; MICHENER, M.L.; SAPER, C.B.; STOCKMANN, P.T.; TOLUNAY, H.E. The biochemical pharmacology of atrial peptides. Ann. Ver. Pharm. Toxicol., 29: 25-54, 1989.

OIKAWA, S.; IMAI, M.; INUZUKA, C.; TAWARAGI, Y.; NAKAZATO, H.; MATSUO, H. Structure of dog and rabbit precursors of atrial natriuretic polypeptides deduced from nucleotide sequence of cloned cDNA. Biophys. Res. Commun., 132: 892-99, 1985.

PAGE, E.; GOINGS, G.E.; POWER, B.; UPSHAW-EARLEY, J. Ultrastructural features of atrial peptide secretion. Am. J.

Physiol., 251 (Heart Circ Physiol 20): H340-H348, 1986.

PALADE, G.E. Secretory granules in the atrial myocardium. Anat. Rec., 139: 262, 1961.

PARDINI, B..J.; PATEL, K.P.; SCHMID, P.G..; LUND, D.D. Location, distribution and projections of intracardiac ganglion cells in the rat. J. Aut. Nerv. Sys., 20, 91-101, 1987.

PAUZA, D.H.; SKRIPKIENE, G.; SKRIPKA, V.; PAUZIEME, N.; STROPUS, R. Morphological study of neurons in the nerve plexus on heart base of rats and guinea pigs. J. Aut. Nerv. Sys., 62:1-12, 1997.

RINNE, A.; VUOLTEENAHO, O.; JÄRVINEN, DORN, A.; ARJAMAA, O. Atrial natriuretic polypeptides in the specific atrial granules of the rat heart: immunohistochemical and immunoelectron microscopocal localozation and radioimmunological quantification. Acta Histochem., 80: 19-28, 1986.

SCHIEBINGER, R.J. & GREENING, K.M. Interaction between stretch and hormonally stimulated atrial natriuretic peptide secretion. Am. J. Physiol., 262, H78-H83, 1992.

SCOTT, J.N.; JENNES, L. Distribution of atrial natriuretic factor in fetal rat atria and ventricles. Cell. Tissue. Res., 248: 479-81, 1987.

SEUL, K.H.; CHO, K.W.; KIM, S.H. Right atrial predominance of atrial natriuretic peptide secretion in isolated perfused rat atria. Regulatory Peptides, 39: 67-81, 1992.

SEYMOUR, A.A. Renal and systemic effects of atrial natriuretic factor. Clin. Exper. - Theory and Practice, A7 (5&6), 887-904, 1985.

SKEPPER, J.N. & NAVARATMAN, V. Analysis of the apparent heterogeneity of specific heart granules in rat atrial myocytes; an ultrastructural study including immunocytochemistry. Histochem. J., 20: 1-10, 1988.

SKEPPER, J.N.; NAVARATMAN, V.; MARTENSZ, N.D. Effects of expansion of blood volume and bilateral vagotomy on specific heart granules and release of atrial natriuretic peptide in the rat. Cell. Tissue Res., 258: 211-218, 1989.

STASCH, J.P.; HIRTH-DIETRICH, C.; KAZDA, S.; NEUSER, D. Endothelin stimulates release of atrial natriuretic peptides in vitro and in vivo. Life Science 45:869-875, 1989.

STEWART, J.M.; DEAN, R.; BROWN, M.; DIASPARRA, D. ZEBALLOS, G.A.; SCHUSTEK, M.; GEWITZ, M.H.;

THOMPSON C.L.; HINTZE, T.H. Bilateral atrial appendectomy abolishes increased plasma atrial natriuretic peptide release and blunts sodium and water excretion during volume loading in conscious dogs. Circ. Res., 70:724-732, 1992.

TANAKA, H.; SHINDO, M.; GUTKOWSKA, J.; KINOSHITA, A.; URATA, H.; IKEDA, M.; ARAKAWA, K. Effect of acute exercise on plasma immunoreactive atrial natriuretic factor. Life Science 39:1685-1693, 1986.

THIBAULT, G.; HAILE-MESKEL, H.; WROBEL-KONRAD, E.; BALLAK, M.; GARCIA, R.; GENEST, J.; CANTIN, M. Processing of the Atrial Natriuretic Factor Propeptide by Atrial Cardiocytes as Revealed by Immunocryoultramicrotomy. Endocrinology 124 (6) 3109-3116, 1989.

VERESS, A.T. & SONNERBERG, H. Right atrial appendectomy reduces the renal response to acute hypervolemia in the rat. Am. J. Physiol., 247(Regulatory Integrative Comp. Physiol 16): R610-R613, 1984.

WILDEY, G.M.; FISCHMAN, A..J.; FALLON J.T.; MATSUEDA, G.R.; ZISFEIN, J.B.; PREIBISCH, G.; SEIPKE, HOMCY, C.J.; GRAHAM, R.M. Cellular processing of Pro-Atrial Natriuretic Factor (Pro-ANF): studies using an antiserum that selectively binds ANF-(99-126) after its cleavage from Pro-ANF. Endocrinology 123: 2054-61, 1988.

YOSHIHARA, F.; NASHIKIMI, T.; KOSAKAI, Y.; ISOBE, F.; MATSUOKA, H.; TAKISHITA, S.; KAWASHIMA, Y.; SAITO, Y.;
MATSUO, H.; KANGAWA, K. Atrial natriuretic peptide secretion and body fluid balance after bilateral atrial appendectomy by the maze procedure. J. Thorac. Cardiovasc. Surg., 116(2): 213-9, 1998.